معلومة

عزل الأوعية الدموية للعضو؟

عزل الأوعية الدموية للعضو؟


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

هل هناك مادة كيميائية أو عملية من شأنها أن تذوب أو تزيل جميع الأنسجة الأخرى في العضو وتترك جميع الأوعية الدموية سليمة؟ أخطط لعمل عرض للأوعية الدموية في قلب خنزير على الرف لاستخدامه كشاشة عرض على الرف.


الاسم النموذجي لهذه التقنية هو "صب التآكل" - إذا بحثت عن منشورات حول صب التآكل ، ستجد العديد من الأوراق التي توضح بالتفصيل هذه التقنية. هناك إجابة أخرى تذكر كلمة "plastination" لكنني لا أعتقد أن هذا هو ما تبحث عنه حقًا ؛ plastination هي تقنية للحفاظ على الأنسجة نفسها (على الرغم من أن "Body Worlds" تظهر أن المراجع اللاحقة تستخدم أيضًا قوالب التآكل على نطاق واسع).

باختصار ، في صب التآكل ، تقوم الجاذبية أو الضغط بملء الأوعية الدموية ببلاستيك ، عادة أكريليك. من الأفضل أن يتم مسح الأوعية الدموية خالية من الدم قبل حقن البلاستيك ، بمحلول ملحي / PBS ، على سبيل المثال. (ستعمل أعضاء الجزار بشكل جيد ولكنك ستحصل على نتائج أفضل إذا كان بإمكانك إعطاء الهيبارين قبل الأوان لمنع التجلط ، وهو بالطبع غير ممكن لحيوان اللحم.) العلاج الأكريليكي ، ثم الأنسجة المتبقية يتم هضمها باستخدام محلول أساسي ، يتراوح من 0.5 M NaOH إلى 6 M KOH اعتمادًا على البروتوكول (التركيزات المنخفضة أو NaOH ستهضم بشكل أبطأ ، التركيزات الأعلى أو KOH سوف تهضم بسرعة أكبر) ، غالبًا عند درجة حرارة مرتفعة (~ 37 درجة مئوية). لاحظ أن هذا المحلول يهضم جميع الأوعية الدموية تقنيًا أيضًا ، لكنك ملأت بالفعل تجويف الأوعية الدموية بالبلاستيك ، وهذا ما تبقى لك.


أعتقد أنك تبحث عن اللدائن. مطوره ، Gunther von Hagens ، يستخدمه للحفاظ على الأجسام بأكملها وكذلك الأنسجة المختارة ، مثل العضلات والأعصاب والأوعية ، لتعليم الاستخدامات ومعرض BODY WORLDS.

أعتقد أن هذه هي أفضل طريقة ، لكنني لست متأكدًا من جدواها بدون مختبر مخصص. قد تترك لك الطرق الأخرى ، مثل تضمين البارافين ، مشكلة إزالة بقية الأنسجة دون استخدام درجات حرارة عالية.


رف الكتب

NCBI Bookshelf. خدمة للمكتبة الوطنية للطب ، المعاهد الوطنية للصحة.

ألبرتس ب ، جونسون أ ، لويس جيه ، وآخرون. البيولوجيا الجزيئية للخلية. الطبعة الرابعة. نيويورك: جارلاند ساينس 2002.

  • بالاتفاق مع الناشر ، يمكن الوصول إلى هذا الكتاب من خلال ميزة البحث ، ولكن لا يمكن تصفحه.


مقدمة

تتمثل الوظيفة الرئيسية للجهاز الليمفاوي في تصريف السائل الخلالي المتسرب وحمل المستضدات إلى العقد الليمفاوية ، حيث يتم تحفيز الاستجابات المناعية بواسطة الخلايا الليمفاوية المنشطة. علاوة على ذلك ، فإن اللاكتيل ، الشعيرات الدموية اللمفاوية في الزغابات المعوية ، مسؤولة عن امتصاص الدهون الغذائية والفيتامينات التي تذوب في الدهون. وبالتالي ، يمكن أن تكون الأوعية اللمفاوية من أعضاء مختلفة متباينة وظيفيًا ومورفولوجيًا وبالتالي تعرض أنماط تعبير جزيئي متنوعة. 1 علاوة على ذلك ، دراسات فيغفك + / & # x02212 تظهر الفئران أن الأوعية اللمفاوية الداخلية والجلدية بعد الولادة لها متطلبات نمو تفاضلية. 2 ومع ذلك ، لم يتم إجراء أي دراسات للتحقيق في الاختلافات الخاصة بالأعضاء في الخلايا البطانية اللمفاوية على مستوى الجينوم.

هنا ، قمنا بمقارنة الخلايا البطانية الجلدية والأمعاء (LECs) ، ونوضح أنه على الرغم من أن مجموعتي الخلايا تظهران ملامح تعبير جيني واستجابات وظيفية متشابهة ، لا تزال هناك اختلافات كبيرة. بناءً على بياناتنا ، نحدد ليبرين & # x003b21 ، الذي تم الإبلاغ عنه سابقًا فقط كشريك ملزم للبروتين المرتبط بالكالسيوم S100A4 ، 3 كوسيط جديد لسلامة الأوعية اللمفاوية.


تغيير التاريخ

Wu، Z. & amp McGoogan، J.M الخصائص والدروس المهمة المستفادة من تفشي مرض فيروس كورونا 2019 (COVID-19) في الصين: ملخص تقرير عن 72314 حالة من المركز الصيني لمكافحة الأمراض والوقاية منها. جاما 323, 1239–2142 (2020).

بوبر ، J. S. & amp Sessa ، W. C. تطور وظائف الخلايا البطانية في الالتهاب. نات. القس إمونول. 7, 803–815 (2007).

Varga ، Z. وآخرون. عدوى الخلايا البطانية والتهاب البطانة في COVID-19. لانسيت 395, 1417–1418 (2020).

جوفيا ، ج. وآخرون. نهج متكامل لتنميط المناظر الطبيعية للتعبير الجيني لتحديد عدم تجانس الخلايا البطانية لورم الرئة والمرشحين لتولد الأوعية. الخلايا السرطانية 37, 421 (2020).

Kalucka، J. et al. أطلس النسخ أحادي الخلية للخلايا البطانية الفأرية. زنزانة 180, 764–779 (2020).

هوفمان ، إم وآخرون. يعتمد دخول خلايا SARS-CoV-2 على ACE2 و TMPRSS2 ويتم حظره بواسطة مثبط البروتياز المثبت سريريًا. زنزانة 181, 271–280 (2020).

Nachman، R. L. & amp؛ Rafii، S. الصفائح الدموية ، نمشات ، والحفاظ على جدار الأوعية الدموية. إنجل. جيه ميد. 359, 1261–1270 (2008).

ميهتا ، ب وآخرون. COVID-19: ضع في اعتبارك متلازمات عاصفة السيتوكين وكبت المناعة. لانسيت 395, 1033–1034 (2020).

Teijaro ، J.R et al. الخلايا البطانية هي المنسقة المركزية لتضخيم السيتوكين أثناء عدوى فيروس الأنفلونزا. زنزانة 146, 980–991 (2011).

Li ، X. ، Sun ، X. & amp Carmeliet ، P. السمات المميزة لعملية التمثيل الغذائي للخلايا البطانية في الصحة والمرض. ميتاب الخلية. 30, 414–433 (2019).


& # 039Bio-ink & # 039 تحصل على أجهزة مطبوعة ثلاثية الأبعاد أقرب إلى الواقع

بالنسبة للعديد من الأشخاص الذين ينتظرون عمليات الزرع ، يمكن للأعضاء المطبوعة ثلاثية الأبعاد أن تأتي قريبًا بما يكفي. قام الباحثون بخطوات واسعة نحو تطوير التكنولوجيا التي من شأنها أن تجعل من الممكن ببساطة طباعة أعضاء جديدة للأشخاص الذين يحتاجون إليها. الإبلاغ في مواد متطورة، ابتكر العلماء & # 39bio-ink & # 39 يمكنه الاستفادة من الخلايا من المرضى لطباعة مجاري الهواء ذات الحجم البشري ، والتي تمكن الأوعية الدموية من النمو لتصبح نسيجًا اصطناعيًا مصنوعًا للزراعة. يجب أن تتلقى أي أعضاء مطبوعة بيولوجيًا إمدادًا بالدم بمجرد زرعها ، لذا فهذه خطوة مهمة نحو هدف الأعضاء المطبوعة ثلاثية الأبعاد.

أمراض الرئة المزمنة مكلفة وهناك خيارات علاج قليلة للعديد منها باستثناء زراعة الرئة. لكن توفير الرئة & # 39 & # 39 الجديدة لا يكفي لتلبية احتياجات المرضى الذين يحتاجون إليها. إذا كان من الممكن زراعة أنسجة الرئة على سقالة ، فقد يكون من الممكن يومًا ما إجراء طباعة حيوية لهذه الأعضاء.

في هذه الدراسة ، ابتكر الباحثون مادة اصطناعية تحتوي على خلايا ويمكن استخدامها في طابعة ثلاثية الأبعاد مثل الحبر. تم صنع هذا الحبر الحيوي من مادة طبيعية موجودة في الأعشاب البحرية تسمى الألجينات ومواد مصفوفة خارج الخلية تم عزلها من أنسجة الرئة.

& quot بدأنا صغيرًا عن طريق تصنيع أنابيب صغيرة لأن هذه ميزة موجودة في كل من الممرات الهوائية والأوعية الدموية في الرئة. باستخدام الحبر الحيوي الجديد الخاص بنا مع الخلايا الجذعية المعزولة من المجاري الهوائية للمريض ، تمكنا من الطباعة الحيوية للممرات الهوائية الصغيرة التي تحتوي على طبقات متعددة من الخلايا وظلت مفتوحة بمرور الوقت ، كما أوضح كبير مؤلفي الدراسة دارسي واجنر ، أستاذ مشارك في جامعة لوند .

في حين أن هذه الدراسة استخدمت bi-oink لعمل المسالك الهوائية ، إلا أنه يمكن تكييفها لأنواع أخرى من الأنسجة.

تدعم هذه الأحبار الحيوية من الجيل التالي أيضًا نضوج الخلايا الجذعية في مجرى الهواء إلى أنواع متعددة من الخلايا الموجودة في المسالك الهوائية للإنسان البالغ ، مما يعني الحاجة إلى طباعة أنواع أقل من الخلايا ، مما يبسط عدد الفوهات اللازمة لطباعة الأنسجة المكونة من أنواع متعددة من الخلايا ، ومثل قال فاغنر. وأشارت إلى أنه يجب تحسين الدقة لإنتاج أكياس هوائية تعرف باسم الحويصلات الهوائية والمزيد من أنسجة الرئة البعيدة.

& quot؛ نأمل أن تسمح التحسينات التكنولوجية الإضافية للطابعات ثلاثية الأبعاد المتاحة والمزيد من التطورات في الحبر الحيوي بالطباعة الحيوية بدقة أعلى من أجل هندسة أنسجة أكبر يمكن استخدامها في عمليات الزرع في المستقبل. لا يزال أمامنا طريق طويل لنقطعه ، "أضافت.

اختبر الباحثون أيضًا مادتهم الجديدة المطبوعة ثلاثية الأبعاد في نموذج فأر لتثبيط المناعة ، والذي يهدف إلى محاكاة ما يُشاهد في مرضى الزرع. تحملت هذه الفئران الهياكل المطبوعة ثلاثية الأبعاد التي تم تصنيعها ، ولوحظ نمو أوعية دموية جديدة.

يعد تطوير هذا الحبر الحيوي الجديد خطوة مهمة إلى الأمام ، ولكن من المهم التحقق بشكل أكبر من صحة وظائف الشعب الهوائية الصغيرة بمرور الوقت واستكشاف جدوى هذا النهج في النماذج الحيوانية الكبيرة ، كما لاحظت مؤلفة الدراسة الأولى مارتينا دي سانتيس .


الأوعية الدموية اللمفاوية الخاصة بالأعضاء: من التطور إلى الفيزيولوجيا المرضية

أدت الاكتشافات الحديثة للوظائف الجديدة والأصول المتنوعة للأوعية اللمفاوية إلى تغيير جذري في نظرتنا للأوعية اللمفاوية. يُنظر إلى الأوعية اللمفاوية تقليديًا على أنها قنوات سلبية للخلايا السائلة والمناعة ، وهي تبرز الآن كلاعبين فعالين خاصين بالأنسجة في العمليات الفسيولوجية والفيزيولوجية المرضية الرئيسية. تظهر الأوعية اللمفاوية مرونة ملحوظة وعدم تجانس ، مما يعكس تخصصها الوظيفي للتحكم في البيئة الدقيقة للأنسجة. علاوة على ذلك ، قد تساهم الأصول التطورية البديلة للخلايا البطانية اللمفاوية في بعض الأعضاء في تنوع وظائفها في الأنسجة البالغة. تهدف هذه المراجعة إلى تلخيص أحدث النتائج للتمايز العضوي للخلايا البطانية اللمفاوية من حيث وظائفها الفسيولوجية (المرضية) المتميزة في الجلد والعقد الليمفاوية والأمعاء الدقيقة والدماغ والعين. نناقش التطورات الحديثة في فهمنا لعدم تجانس الأوعية اللمفاوية فيما يتعلق بالتخصص الوظيفي والجزيئي الخاص بالأعضاء للبطانة اللمفاوية ، مثل الهوية اللمفاوية الدموية الهجينة لقناة شليم ، ووظائف الأوعية اللمفاوية المعوية في امتصاص الدهون الغذائية ، و اكتشاف الأوعية الدموية اللمفاوية السحائية والخلايا البطانية اللمفاوية حول الأوعية الدموية في الدماغ.

مقدمة

تزود شبكات الأوعية اللمفاوية الغنية (LV) الأدمة والأغشية المخاطية التي تغطي الأعضاء الرئيسية ، بما في ذلك الجهاز التنفسي ، وتجويف البلعوم الأنفي ، والأمعاء ، والمساريق ، والحجاب الحاجز ، والقلب ، والرئة. ينقص LVs أو يكون قليلًا جدًا في العظام ونخاع العظام والأنسجة الدهنية وعضلة القلب وعضلات الهيكل العظمي والأنسجة المتنيّة في الدماغ والكبد والكلى وأعضاء الغدد الصماء ، مثل الغدة الكظرية أو الغدة الدرقية. من المفترض أن هذه الأعضاء خالية من LVs بسبب ندرة السائل الخلالي أو وجود نظام تصريف بديل ، مثل الأوعية الدموية المنفذة (BVs). يتم تصريف السائل الخلالي إلى الشعيرات اللمفاوية المتخصصة ذات النهايات العمياء ، والتي تتصل وتتقارب في قنوات LV وقنوات ليمفاوية مجمعة أكبر تدريجيًا والتي تفرغ في الوريد تحت الترقوة. الخلايا البطانية اللمفاوية (LECs) من الشعيرات الدموية اللمفاوية محاطة بغشاء قاعدي رقيق متقطع ، ويفتقر إلى الخلايا المحيطة بالأوعية الدموية ، ولها تقاطعات خلوية متقطعة "تشبه الزر" (Baluk et al. ، 2007). إنهم يستشعرون بسهولة التغيرات في الضغط الخلالي عبر خيوط تثبيت متخصصة ، والتي يمكن أن تعدل فتح "صمامات الرفرف" بين تقاطعات الأزرار للسماح بدخول السوائل. ومن خلال هذه الصمامات ، تدخل الخلايا المناعية الشعيرات الدموية اللمفاوية. يتم تعزيز التدفق الليمفاوي أحادي الاتجاه في أوعية التجميع من خلال العديد من الصمامات داخل اللمعة والتقلص المنسق لخلايا العضلات الملساء LV (SMCs Schulte-Merker et al. ، 2011 Sabine et al. ، 2016). تمثل LECs سلالة خلية بطانية مميزة (EC) ، وغالبًا ما يتم تمييز LVs عن BVs بناءً على تعبيرها عن عامل النسخ homobox-1 (Prox1) ، عبر الغشاء ا-بودوبلانين بروتين سكري (المعروف أيضًا باسم gp38) ، مستقبل عامل النمو البطاني الوعائي 3 (VEGFR3 المعروف أيضًا باسم Flt4) ، نيوروبيلين -2 ، مستقبلات الهيالورونان البطانية للأوعية اللمفاوية -1 (LYVE1 Tammela and Alitalo، 2010 Alitalo، 2011. ، 2016).

يُنظر إلى LVs تقليديًا على أنها قنوات سلبية للسوائل وبعض الخلايا المناعية ، ولكن تم تحديث هذا المنظور بشكل كبير مع اكتشاف الهياكل والأصول والوظائف الجديدة للـ LVs في العديد من الأعضاء. تُظهر LECs الشعرية اللمفاوية الخاصة بالأعضاء عدم تجانس ملحوظ وليونة ، وتكتسب خصائص وظيفية متخصصة تتكيف مع البيئة الدقيقة المحلية. يمكن أن يساعد فهم تمايز LEC العضوي ووظيفته في تصميم استراتيجيات علاجية وتجديدية أكثر فعالية لعلاج مجموعة واسعة من الأمراض البشرية الشائعة التي ثبت أن LVs يلعب فيها أدوارًا رئيسية (Tammela and Alitalo، 2010 Alitalo، 2011 Aspelund et al.، 2016 ). تمت تغطية التطورات في علم وظائف الأعضاء العامة وعلم الأمراض ، والتطور ، والوذمة اللمفية ، وتكوين الأوعية اللمفاوية للورم بالفعل من خلال المراجعات الحديثة الممتازة (Tammela and Alitalo ، 2010 Alitalo ، 2011 Mortimer and Rockson ، 2014 Aspelund et al. ، 2016 Dieterich and Detmar ، 2016 Ulvmar and Mäkinen ، 2016 بوتينتي وماكينين ، 2017). في هذه المراجعة ، نهدف إلى تلخيص أحدث النتائج وأهميتها في فهم الأوعية اللمفاوية الخاصة بالأعضاء ، وإبراز الخصائص الرئيسية وتفرد هيكلها ووظائفها في التطور ، والتوازن ، والأمراض.

الأصول التطورية للـ LVs الخاصة بالأعضاء

منذ اكتشاف VEGF-C ومستقبله ، VEGFR3 ، باعتباره المسار الرئيسي لعامل النمو اللمفاوي وعامل النسخ Prox1 باعتباره الرائد في مواصفات LEC ، تمت دراسة تطور الأوعية الدموية اللمفاوية على نطاق واسع وتمييزها في نماذج الفئران وأسماك الزرد (Escobedo). and Oliver، 2016 Venero Galanternik et al.، 2016). يتم إنتاج غالبية LECs عن طريق التحويل من البطانة الوريدية ، عندما تكون مجموعة سكانية فرعية من ECs الوريدية التي تعبر عن Prox1 متخصصة في LECs (Escobedo and Oliver ، 2016 Venero Galanternik et al. ، 2016). الأهم من ذلك ، أن الدراسات الأخيرة لتتبع النسب سلطت الضوء على تنوع غير متوقع في أصول LEC في العديد من الأعضاء. في الجلد ، تتشكل LVs عنق الرحم والصدر عن طريق تنبت الأوعية اللمفاوية من نسب Tie2 + أسلاف LEC المشتقة من الأوردة (Martinez-Corral et al. ، 2015). في المقابل ، تتشكل معظم LVs القطنية من خلال عملية الالتحام وتشكيل شبكة الأوعية (ما يسمى بتكوين الأوعية اللمفاوية) عن طريق السلالات المعزولة Tie2 - أسلاف LEC غير الوريدية. على الرغم من أن الأصل المكون للدم لـ LECs في مثل هذه المجموعات قد تم استبعاده بشكل قاطع (Martinez-Corral et al. ، 2015) ، لا يزال يتعين تحديد نوع خلية السلائف الدقيق. وبالمثل ، أثناء تطور القلب ، تبين أن نسبة LECs في القلب تنحدر من سلالة Tie2 - أسلاف LEC غير الوريدية (Klotz et al. ، 2015). علاوة على ذلك ، تنشأ LV المساريقية من مصدرين متميزين من LEC: Tie2 + الأوردة ECs ومجموعات EC المعزولة الناشئة عن PDGFB + و c-Kit + ECs hemogenic (Stanczuk et al. ، 2015). أثناء تطور العقدة الليمفاوية (LN) ، تم اقتراح أن تنشأ جميع الخلايا اللحمية ، بما في ذلك LECs ، من سلائف nestin + (Koning et al. ، 2016). Nestin هو علامة للخلايا الجذعية الوسيطة ، ولكن يتم التعبير عنها أيضًا من خلال مجموعة متنوعة من أنواع الخلايا الأخرى ، بما في ذلك ECs ، لذلك لا يزال الأصل الدقيق لـ LN LECs قيد التحقيق بشكل كامل.

Prox1 و VEGF-C / VEGFR3 / ADAM metallopeptidase مع ثرومبوسبوندين النوع 1 الحافز 3 / الكولاجين ونطاقات EGF المرتبطة بالكالسيوم 1 هي مكونات جزيئية ملزمة تحدد مصير LEC وتوسع LV في جميع الأعضاء ، ومع ذلك ، هناك اختلافات مهمة خاصة بالأعضاء في المصب المسارات. على سبيل المثال ، الحصار المفروض على إشارات PI3K ، الذي يعمل في اتجاه مجرى VEGFR3 المنشط ، أثر بشكل انتقائي على تطور المساريقي ، ولكن ليس الجلد ، LV (Stanczuk et al. ، 2015). وبالتالي ، فإن أصول وعدم تجانس LECs في كل عضو أكثر تنوعًا مما كان متوقعًا في السابق ، ومن المتوقع حدوث المزيد من النتائج المثيرة حول هذا الموضوع في العقد المقبل.

الأوعية الدموية الجلدية اللمفاوية

الجلد هو خط الدفاع الأول للجسم ضد البيئة المعادية ، بما في ذلك مسببات الأمراض التي يمكن أن تدخل عند إصابة الجلد. على الرغم من أن البشرة لا وعائية ، إلا أن الأدمة الجلدية غنية بالـ BVs و LVs (الشكل 1 أ). LVs الجلدية هي القنوات الرئيسية لمسببات الأمراض والخلايا المناعية من المحيط إلى تصريف LNs. كما أنها تلعب دورًا رئيسيًا في نقل الكوليسترول العكسي عن طريق نقل الكوليسترول عالي الكثافة المرتبط بالبروتين الدهني من الأنسجة المحيطية إلى الدورة الدموية النظامية لتنظيم استقلاب الكوليسترول (الشكل 1 ب ليم وآخرون ، 2013 مارتيل وآخرون ، 2013 راندولف وميلر ، 2014). يزداد معدل هجرة الخلايا المتغصنة (DC) والخلايا اللمفاوية التائية عبر LVs الجلدية بشكل كبير خلال ذروة الالتهاب (الشكل 1 C Kim et al.، 2014 Hunter et al.، 2016). غالبية الخلايا المناعية في اللمف من LVs الواردة هي الخلايا التائية (80-90٪) و DC (10-15٪ هنتر وآخرون ، 2016). خلايا ذاكرة المستجيب CD4 + T هي المجموعة الفرعية الرئيسية التي تهاجر عبر LVs الجلدية الواردة في حالة مستقرة ، وكذلك في حالة الالتهاب ، وتشكل خلايا Foxp3 + CD4 + T التنظيمية (الخلايا T regs) ما يصل إلى 25 ٪ من سكان الخلايا التائية داخل الوعاء اللمفاوي (برينكمان وآخرون ، 2016 هانتر وآخرون ، 2016). تُعد خلايا الأنسجة التائية منظمات مهمة للوظيفة اللمفاوية الجلدية وإصلاح LVs في الالتهاب والوذمة اللمفاوية (Gousopoulos et al. ، 2016) ومن غير الواضح ما إذا كانت الخلايا T regs تساهم أيضًا في الحفاظ على سلامة LV الطبيعية.

تمت دراسة الأحداث الخلوية والجزيئية أثناء هجرة الخلايا المناعية عبر LVs الجلدية على نطاق واسع ومراجعتها (Randolph et al. ، 2017). مطلوب Chemokine ligand 21 (CCL21) لعزر C-C الذي تنتجه LECs لتهريب الخلايا DC و T في LVs الجلد ، ومن المحتمل في معظم LVs من الأعضاء الأخرى (Girard et al. ، 2012 Randolph et al. ، 2017). تفرز LECs CCL21 بشكل لامع ولامعي ، وخارجه تدرجات CCL21 توجه كلاً من التجنيد والزحف الاتجاهي داخل اللمعة في البلدان النامية (روسو وآخرون ، 2016 راندولف وآخرون ، 2017). بالإضافة إلى ذلك ، فإن إشارات سفينجوزين -1 فوسفات (S1P) عبر مستقبل S1P 1 (S1PR1) تنظم قرار الخلية التائية بالخروج أو البقاء في الأنسجة (Baeyens et al. ، 2015). من غير المعروف ما إذا كان إنتاج S1P بواسطة LECs الجلدي مهمًا لتنظيم خروج الخلايا الليمفاوية للأنسجة كما هو موضح سابقًا لـ LN LECs (Pham et al. ، 2010). جزيء التصاق الخلايا الوعائية 1 (VCAM-1) ، المعبر عنه بواسطة LECs الملتهب ، يعزز دخول الخلايا التائية والتيار المستمر إلى LVs (Brinkman et al. ، 2016 Randolph et al. ، 2017 Teijeira et al. ، 2017). تنتج الخلايا T reg مستويات عالية بشكل خاص من lymphotoxin-α2β1 ، والتي تشغل مستقبل Lymphotoxin-على LECs لتعزيز انتقال الخلايا (Brinkman et al. ، 2016). يتم دعم التصاق الخلايا التائية داخل اللمفاوية اللاحقة والزحف داخل الشعيرات الدموية بواسطة جزيء الالتصاق بين الخلايا 1 (ICAM-1) على LECs ومستضد إنتيجرين المرتبط بوظيفة الخلايا الليمفاوية على الخلايا التائية (Teijeira et al. ، 2017). بالإضافة إلى CCL21 ، يتم إفراز ليجند chemokine 1 و CXC عزر CXC من LECs لتوجيه DC وغيرها من الخلايا المناعية الفطرية إلى LVs الملتهبة (الشكل 1 C Kabashima et al. ، 2007 Johnson and Jackson ، 2013). يختلف طيف الكيميائيات ومستقبلات الالتصاق التي تنتجها LECs الجلدية اعتمادًا على طبيعة المحفزات الالتهابية على سبيل المثال ، يتم تحفيز ICAM-1 و CXCL9 و CXCL10 بقوة في LECs في نموذج فرط الحساسية التلامسي ، ولكن ليس أثناء الاستجابة المناعية الفطرية التي تم الحصول عليها من قبل الكامل. مساعد فرويند (فيجل وآخرون ، 2011). من المحتمل أن تكون استجابات LEC التفاضلية مهمة للتنسيق الزمني للاحتفاظ بالأنسجة مقابل خروج مجموعات خلايا مناعية معينة أثناء الالتهاب. في الآونة الأخيرة ، تم الكشف عن دور جديد لـ LYVE1 في تناسخ DC (جونسون وآخرون ، 2017). في النسيج الخلالي الجلدي الملتهب ، تُغطى DCs بالهيالورونان وتتفاعل مع LYVE1 على LECs الشعرية اللمفاوية ، مما يؤدي إلى الالتحام بين الخليتين داخل "أكواب نفاذية" منفصلة تغلف البلدان النامية العابرة ، مما يسهل انتقال DC إلى LVs (الشكل 1 C Johnson et al. . ، 2017). يشارك تفاعل كبسولة حمض الهيالورونيك البكتيري مع LEC LYVE1 أيضًا في انتشار مجموعة مسببات الأمراض المقيمة في الجلد الشائعة (GAS) من موقع العدوى إلى التصريف الإقليمي LN (الشكل 1 C Lynskey وآخرون ، 2015). يمكن أن يكون انتشار الغازات اللمفاوية ضارًا للمضيف ، لأنه يسبب التهاب الأوعية اللمفاوية والتهاب العقد اللمفية. ومع ذلك ، فإن منع تراكم LN من GAS في Lyve1 - / - زادت الفئران من الانتشار الجهازي للبكتيريا في الدورة الدموية (Lynskey et al. ، 2015) ، مما يشير إلى أن المستويات العالية من LYVE1 على LECs قد تكون مهمة لاحتواء العوامل الممرضة.

يكون خروج العدلات إلى LVs الجلدي ضئيلًا في كل من حالة الحالة المستقرة والالتهاب العقيم. ومع ذلك ، أثناء العدوى البكتيرية ، تكون العدلات هي أول من يهاجر من الجلد الملتهب إلى LN المستنزف ، حيث يحفز تكاثر الخلايا الليمفاوية (هامبتون وآخرون ، 2015). تعتمد هجرة العدلات على المستضد المرتبط بوظيفة الخلايا الليمفاوية 1 ، مستقبلات الإنتجرين / المكمل CD11b و CXC أو CC chemokine CXCR4 و / أو CCR7 (الشكل 1 C Gorlino وآخرون ، 2014 Hampton et al.، 2015 Arokiasamy et al.، 2017). تحتوي الأدمة أيضًا على عدد كبير من الضامة ، مما يساهم في التحكم المحلي في تكوين الأوعية اللمفاوية وإعادة التشكيل اللمفاوي أثناء التطور والالتهاب والتئام الجروح (Harvey and Gordon، 2012 Kim et al.، 2014). في بشرة البالغين ، تلعب البلاعم دورًا فريدًا في تنظيم ارتفاع ضغط الدم الحساس للملح: استجابةً للإجهاد التناضحي المحلي المتزايد ، تعمل البلاعم الجلدية على تنشيط العامل النووي للخلايا التائية المنشطة 5 التي تعتمد على إنتاج وإفراز VEGF-C (الشكل 1 ج) ). يعزز التوسع الناتج في الشبكة اللمفاوية الجلدية إزالة الكهارل الخلالي ، ويقلل من ضغط سوائل الأنسجة المحيطية ، ويعيد التوازن (Machnik et al. ، 2010 Wiig et al. ، 2013).

يعتبر النقل الليمفاوي مهمًا لاستتباب الجلد الطبيعي وهو متورط في العديد من الأمراض الالتهابية الجلدية ، بما في ذلك التهاب الجلد التأتبي والتهاب الجلد التماسي والصدفية. تنخفض كثافة ووظيفة LVs الجلدية تدريجياً مع تقدم العمر ، مما قد يساهم في تطور اضطرابات الجلد المرتبطة بالعمر (Karaman et al. ، 2015). يؤدي ضعف وظيفة LV الجلدية إلى الوذمة اللمفية وفرط التصبغ والتقرن والورم الحليمي (كارلسون ، 2014). أظهرت الدراسات التي أجريت على نماذج حيوانية لالتهاب الجلد المزمن أن منع توسع LV يؤدي إلى تفاقم المرض ، في حين أن تحفيز تكوين الأوعية اللمفية بواسطة إدارة VEGF-C يقلل منه (Huggenberger et al. ، 2010).

الأوعية الدموية السحائية اللمفاوية

تفتقر حمة الدماغ إلى LVs وبدلاً من ذلك لديها نظام بديل ولكن أساسي لتصريف السوائل ، ما يسمى بالنظام الجليمفاوي (Iliff et al. ، 2012). تم تسمية النظام الجليمفاوي لاعتماده على الخلايا الدبقية لوظيفة تصريف مشابهة للجهاز اللمفاوي. يشجع النظام الجليمفاوي على التخلص من النفايات من الدماغ عن طريق تسريع تدفق السائل النخاعي عبر حمة الدماغ ، وهو أكثر كفاءة بنسبة 60٪ أثناء النوم (Iliff et al. ، 2012). ومع ذلك ، فإن إعادة اكتشاف الشبكات اللمفاوية للسحايا في دماغ الفأر أثارت أسئلة مثيرة ومفاهيم مثيرة للاهتمام (Aspelund et al. ، 2015 Louveau et al. ، 2015) ، كما تم العثور على هياكل مماثلة في عينات تشريح السحايا البشرية (Absinta et al. ، 2017). الأهم من ذلك ، أن تقنية التصوير بالرنين المغناطيسي السريرية عالية الدقة قد مكنت من تصور الشبكات الليمفاوية السحائية البشرية (Absinta et al. ، 2017). في الواقع ، تم اقتراح وجود الأوعية الدموية اللمفاوية على سطح الدماغ البشري منذ قرنين من الزمان وعرضها في مجموعات نماذج الشمع التشريحية (متحف نماذج الشمع جوزفينوم ، فيينا ، النمسا لوكيتش وآخرون ، 2003) ، ولكن تم ذلك. يتم تجاهله في الغالب. تقع معظم LVs السحائية على الطبقة السحائية (وتسمى أيضًا "الأم الجافية") وهي تشبه النمط الظاهري الشعيرات الدموية اللمفاوية في الأعضاء الأخرى (الشكل 2 Aspelund وآخرون ، 2015). ومع ذلك ، توجد الصمامات فقط في LVs بالقرب من قاعدة الجمجمة بجانب الأعصاب القحفية. يؤدي تنشيط VEGFR3 بواسطة VEGF-C إلى زيادة قطر LVs السحائي ، كما يؤدي منع إشارات VEGFR3 إلى إلغاء LVs السحائي تمامًا ، مما يشير إلى أن هذه الأوعية ، مثل LVs المحيطية ، يتم تنظيمها بواسطة VEGFR3 (Aspelund et al. ، 2015). أظهرت دراسة حديثة (Antila et al. ، 2017) أن إشارات VEGF-C-VEGFR3 ضرورية ليس فقط للتطور ولكن أيضًا للحفاظ على سلامة LV السحائي خلال مرحلة البلوغ. من الناحية الوظيفية ، يتدفق بعض السائل الدماغي الشوكي والسائل الخلالي لحمة الدماغ عبر الجهاز الجليمفاوي ، ويصب في LVs السحائي ، ويصل إلى LNs العنقية العميقة. ومن المثير للاهتمام ، لوحظ انخفاض كبير في تدفق السائل النخاعي عبر LVs السحائي في الفئران المسنة (Ma et al. ، 2017) ، مما يعني أنه يمكن استهداف الشبكات اللمفاوية السحائية للحالات العصبية المرتبطة بالعمر. هناك حاجة إلى مزيد من البحث لتحديد الروابط بين هذه الدائرة اللمفاوية المكشوفة حديثًا والجهاز الجليمفاوي وبقية الدوائر اللمفاوية في جميع أنحاء الجسم (Louveau et al. ، 2017). سيكون من المثير للاهتمام أيضًا تحديد ما إذا كان تصريف السائل الدماغي الشوكي إلى LVs السحائي يزداد أيضًا أثناء النوم. علاوة على ذلك ، من المنطقي التكهن بأن ضعف هذه الدائرة اللمفاوية يمكن أن يكون مرتبطًا بوذمة الدماغ ، والتي غالبًا ما يتم اكتشافها أثناء نقص التروية والارتجاج والالتهاب وأورام الدماغ. علاوة على ذلك ، سيكون من المهم تحديد ما إذا كانت LVs السحائية متورطة في إزالة الأميلويد β والبروتينات الأخرى المشوهة من حمة الدماغ ، والتي تتراكم بشكل متكرر وعالي في المرضى الذين يعانون من أمراض التنكس العصبي مثل مرض الزهايمر وأمراض باركنسون.

يُنظر إلى الدماغ أيضًا على أنه عضو يتمتع بامتيازات المناعة ، ويرجع ذلك جزئيًا إلى ندرة LVs. كان يُعتقد أن الخلايا التائية المخترقة في الدماغ تخرج من خلال الدورة الدموية الوريدية وليس الدورة اللمفاوية ، وهو ما يحدث في جميع الأعضاء الأخرى (رانسوهوف وإنجلهاردت ، 2012). ومع ذلك ، لوحظ وجود عدد كبير من الخلايا التائية في تجويف LVs السحائي ، مما زاد من احتمال وجود بوابة بديلة للخلايا التائية للخروج من الدماغ إلى LNs العنقية العميقة (Louveau et al. ، 2015). سيؤدي تشريح المسار اللمفاوي للخلايا التائية المقيمة في الدماغ إلى تعزيز فهمنا للتواصل بين الجهاز العصبي المركزي والجهاز المناعي وكشف النقاب عن أهداف علاجية جديدة للاضطرابات العصبية الالتهابية ، بما في ذلك التهاب الدماغ والنخاع والتصلب المتعدد (Louveau et al. ، 2017). هناك سؤال آخر يتطلب مزيدًا من التحقيق وهو ما إذا كان يمكن أن تعمل LVs السحائية كطريق لورم خبيث لسرطان الدماغ. وهكذا ، فإن إعادة اكتشاف LVs السحائي يكشف عن مفاهيم جديدة فيما يتعلق بوظائف وأمراض الدماغ.

LECs جدارية الدماغ (muLECs)

في عام 2017 ، حددت ثلاث مجموعات بحثية (Bower et al. ، 2017 van Lessen et al. ، 2017 Venero Galanternik et al. ، 2017) بشكل مستقل مجموعة جديدة من muLECs المعزولة (تسمى أيضًا مستقبلات mannose-1 + حول الأوعية) المحيطة بـ BVs السحائية باستخدام نماذج أسماك الزرد المعدلة وراثيا (الشكل 2). تعبر muLECs عن علامات LEC مثل LYVE1 و Prox1 ، وعلامة الضامة المحيطة بالأوعية ، ومستقبل المانوز -1 ، ولكنها ، على عكس جميع ECs الأخرى ، لا تشكل وعاءًا مجعدًا. تم العثور على muLECs بشكل فريد على الجانب الداخلي من السحايا ، المجاورة لحمة الدماغ. تنشأ من البطانة اللمفاوية في الدماغ المتوسط ​​أو الضفيرة الوعائية المشيمية البصرية عن طريق تنبت تكوين الأوعية اللمفاوية أثناء نمو الدماغ ، وتتمايز إلى سلالة جدارية مشتتة غير مضيئة. على غرار LECs الأخرى ، يتطلب تطوير muLEC إرسال إشارات من خلال مسار VEGF-C – VEGF-D- كولاجين ومجالات EGF المرتبطة بالكالسيوم 1 – VEGFR3. muLECs الناضجة هي خلايا جدارية كبيرة نسبيًا تنتج عوامل نمو الأوعية الدموية وتراكم البروتينات الدهنية منخفضة الكثافة من مجرى الدم. على الرغم من أن muLECs تبدو مهمة لتكوين الأوعية الدموية السحائية ، إلا أنه لا يمكن الاستغناء عنها للحفاظ على سلامة الأوعية. حددت هذه الدراسات سلالة لمفاوية جديدة تتمايز إلى خلايا تشبه الخلايا الجدارية الضرورية لإنشاء الأوعية الدموية السحائية الطبيعية ، وأثارت احتمال وجود نوع خلية مكافئ في دماغ الثدييات (Bower et al. ، 2017 van Lessen et آل ، 2017 Venero Galanternik et al. ، 2017). على الرغم من أن المجموعات الثلاث لم يكن لديها نفس الرأي الإجماعي ، فمن المغري التكهن بأن muLECs قد تكون مكافئة للخلايا المحملة بالدهون ، أو الضامة المحيطة بالأوعية ، أو الخلايا الطلائية الحبيبية الفلورية ، أو `` Mato Cells '' (Mato et al. ، 1981 ، 1996 Williams et al.، 2001) التي تتناول الدهون والبروتينات الدهنية منخفضة الكثافة من البكتيريا السحائية في الثدييات. في الواقع ، تصبح الموليكس ممدودة وتتراكم كمية أكبر من قطرات الدهون بعد اتباع نظام غذائي حاد يحتوي على نسبة عالية من الكوليسترول. علاوة على ذلك ، فهي قادرة على تناول الجزيئات الكبيرة وتنظيفها من خلال مستقبلات المانوز (van Lessen et al. ، 2017 Venero Galanternik et al. ، 2017). مطلوب مزيد من التحقيق المقارن بين الأسماك والثدييات لفهم أدوار وأهمية muLECs.

قناة شليم (SC): الوسيط اللمفاوي والزرق

SC عبارة عن قناة مبطنة بالبطانة تحيط بالقرنية وتوفر مسارًا وعائيًا فريدًا لتدفق الخلط المائي ، والذي ينعش باستمرار الغرفة الأمامية للعين (الشكل 3 أ). يتدفق الخلط المائي ، الذي ينتجه الجسم الهدبي باستمرار ، إلى الحجرة الأمامية ، ويتم تصريفه في الأوردة المائية والأوردة الأسقفية من خلال الشبكة التربيقية و SC. يوجد لدى SC أوجه تشابه مورفولوجية وجزيئية ووظيفية مع LVs. في عام 2014 ، وجدت عدة مجموعات بحثية مستقلة (Aspelund et al.، 2014 Kizhatil et al.، 2014 Park et al.، 2014 Truong et al.، 2014) أن SC تمثل نوعًا جديدًا من السفن الوسيطة ، والذي يعبر عن علامات LEC Prox1 ، VEGFR3 ، وإنتغرين α9 ، ولكن ليس LYVE1 و podoplanin. يتكون SC البدائي من ECs للدم تنبت من الوريد المشيمي ، ويتم تحديد SC ECs بعد الولادة للحصول على أنماط ظاهرية لمفاوية من خلال التنظيم الأعلى لـ Prox1 ، والذي يبدو أيضًا أنه يعمل كمستشعر حيوي جزيئي لتدفق الخلط المائي (Park et al. ، 2014). الأهم من ذلك ، يتم التعبير عن Tie2 قبل Prox1 في SC ECs ويتم الحفاظ عليها على مستوى عالٍ لتنظيم سلامة SC بشكل حاسم خلال مرحلة البلوغ (Kim et al. ، 2017). وبالتالي ، يبدو أن SC ECs نشأت من أسلاف Tie2 + الوريدية EC (Aspelund et al. ، 2014 Kizhatil et al. ، 2014 Park et al. ، 2014). منظم آخر مهم لـ SC هو إشارات VEGF-C / VEGFR-3 ، وهو أمر بالغ الأهمية لتشكيل SC وتمييزها. من المثير للدهشة أن مكملات VEGF-C يمكن أن تحفز أيضًا نمو SC عند البالغين ، مما يؤدي إلى انخفاض ضغط العين في نموذج الجلوكوما المسن (Aspelund et al. ، 2014).

يتم تصريف الخلط المائي بسرعة عبر الخلايا من خلال SC ECs مما يتسبب في تكوين فجوات عملاقة (الشكل 3 و B و C). عندما يتم إعاقة SC ، يتم إعاقة تصريف الخلط المائي ويزداد ضغط العين ، مما يؤدي في النهاية إلى الجلوكوما (Jonas et al. ، 2017). في هذا الصدد ، يمكن أيضًا اعتبار الجلوكوما الناجم عن خلل في SC "وذمة لمفية في العين". ومع ذلك ، فإن الآلية المرضية التي تنطوي على عيوب SC في الجلوكوما لا تزال غير مفهومة بشكل جيد. بشكل مثير للاهتمام ، تم الكشف عن أنماط ظاهرية للزرق الخلقية الأولية في نماذج الفئران المزدوجة Angpt1/Angpt2 الحذف أو التعادل 2 الحذف خلال فترات ما بعد الولادة ، مع إبراز أهمية نظام angiopoietin (Angpt) -Tie2 في تطوير SC (Thomson et al. ، 2014). حقيقة، التعادل 2 تم تحديد الطفرات في المرضى الذين يعانون من الجلوكوما الخلقية الأولية (Souma et al. ، 2016). ومع ذلك ، على الرغم من أن معدل حدوث الجلوكوما الخلقية الأولية منخفضة ، إلا أنه كثيرا ما لوحظ الزرق مفتوح الزاوية الأولي في كبار السن. أظهرت دراسة حديثة (Kim et al. ، 2017) هذا الضعف Angpt1/Angpt2 الحذف أو التعادل 2 يؤدي الحذف في الفئران البالغة إلى إضعاف شديد لسلامة SC وخلل السائل المائي عبر الخلايا ، مما يؤدي إلى ارتفاع ضغط العين ، وتلف الخلايا العصبية في شبكية العين ، وضعف وظيفة الخلايا العقدية الشبكية ، وهي كلها علامات مميزة لمرض الجلوكوما الأساسي مفتوح الزاوية. Accordingly, Tie2 reactivation using a Tie2 agonistic antibody relieved the phenotype in double Angpt1/Angpt2-deleted mice and rejuvenated the SC in aged mice (Kim et al., 2017). These findings provide not only a novel molecular pathway in understanding pathogenesis of primary open-angle glaucoma but also a new therapeutic avenue for its treatment.

Sinusoidal LVs in LNs

LNs are highly dynamic secondary lymphoid organs where antigens, together with costimulatory signals, are delivered by afferent LVs (Fig. 4 A). LN LVs are extended lymphatic networks from peripheral afferent LVs, which continue to form the subcapsular sinus (SCS), stretch into the medullary sinus, and ultimately exit as efferent LVs. LVs traverse through densely packed aggregations of immune cells, predominantly B and T cells and such architecture facilitates intimate interaction between LN LVs and immune cells, directly influencing immune responses. Thus, LN LVs efficiently transport antigens and innate immune cells from various organs to naive lymphocytes in LNs, which is one of the crucial steps for the initiation and regulation of adaptive immune response as well as for the maintenance of immune tolerance (Junt et al., 2008 Randolph et al., 2017). During the acute phase of local tissue inflammation, robust lymphangiogenesis, stimulated by VEGF-A, C and D secreted from infiltrated, activated macrophages, occurs in the draining LN, and subcapsular LN LVs proliferate and penetrate deep into the cortex (Kataru et al., 2009). In this situation, activated B cells also contribute to LN lymphangiogenesis to promote dendritic cell (DC) mobilization from the inflamed tissue to LN (Angeli et al., 2006). As shown in helminth infection model, VEGF-A and VEGF-C production by B cells and mesenteric LN lymphangiogenesis relies on lymphotoxin-dependent feed-forward cross-talk of B-cells and surrounding follicular reticular cells (Dubey et al., 2017). Interferon-γ secreted from activated T cells can be a negative but balancing regulator that suppresses LN lymphangiogenesis during inflammation resolution (Kataru et al., 2011).

LN LECs produce several factors that regulate leukocyte trafficking, delivery of inflammatory signals, modulation of T cell activation, and development of secondary lymphoid organs. LECs regulate the exit of immune cells via efferent LVs by secreting S1P, generated by sphingosine kinases with the S1P lyase enzyme, creating an S1P gradient important for immune cell egress through efferent LVs (Fig. 4 A Pham et al., 2010). In addition to its role in T cell trafficking, LN LEC-derived S1P promotes naive T cell survival by sustaining their mitochondrial function and oxidative phosphorylation (Mendoza et al., 2017). Integrin α9β1 on LECs is also necessary for LN lymphocyte egress, and the interaction between integrin α9β1 and its ligand tenascin-C has been shown to enhance the production of S1P by LECs (Ito et al., 2014). LN LECs are also an important source of interleukin-7, critical for lymphocyte expansion during LN remodeling (Onder et al., 2012). Interleukin-7 expression by LECs also provides a niche for memory T-helper cells in inducible bronchus-associated lymphoid tissues during allergic inflammation in lung (Shinoda et al., 2016). LN LECs produce immunosuppressive factors, such as TGF-β, indoleamine-2,3-dioxygenase, and nitric oxide to maintain peripheral tolerance to self-antigen in lymph (Fig. 4 B Lukacs-Kornek et al., 2011 Malhotra et al., 2012). Of note, LN LECs directly express peripheral tissue antigens and induce deletional tolerance in CD8 + T cell via PD-1–PD-L1 or LAG-3–MHC-II pathways (Rouhani et al., 2015). Moreover, a subset of LECs was shown to provide antigens to DCs, which then induced CD4 + T cell anergy (Rouhani et al., 2015). On the other hand, Dubrot et al. (2014) also reported that LECs can acquire preloaded peptide–MHC-II complexes from DCs to induce CD4 + T cell tolerance. Overall, LN LECs play multiple tolerogenic roles against self-antigens by directly presenting a variety of peripheral tissue antigens for CD8 + T cell deletional tolerance, whereas they also induce CD4 + T cell tolerance via antigen transfer to or from DCs (Fig. 4 B).

Tumors produce lymphangiogenic growth factors, tumor antigens, and premetastatic signals to tumor draining LNs even before LN metastasis (Karaman and Detmar, 2014 Ogawa et al., 2014 Dieterich and Detmar, 2016). COX-2/PGE2-EP3–dependent induction of VEGF-C and VEGF-D in macrophages and DCs induces tumor-induced LN lymphangiogenesis (Ogawa et al., 2014). Interestingly, LECs of tumor draining LNs are capable of scavenging and cross-presenting tumor antigens, which induce dysfunction of CD8 + T cells (Lund et al., 2012). Tumor and tumor draining LN–derived VEGF-C promotes these processes and accelerates metastasis (Lund et al., 2012). In addition to follicular DCs, proliferating SCS LECs can capture or act as a reservoir for persistent viral antigens, contributing to the development of an effective memory CD8 + T cell pool with increased effector function and protective capacity (Fig. 4 B Tamburini et al., 2014). This beneficial role of LN LECs can be exploited to improve efficacy of vaccines against viral infections.

SCS LECs and medullary sinusoidal LECs have distinct features including cellular organization, expression profiles, roles, and responses to inflammation (Fig. 4 A Iftakhar-E-Khuda et al., 2016). For instance, macrophage scavenger receptor 1 is selectively expressed by SCS LECs and regulates the binding and transmigration of lymphocytes entering from peripheral tissues into LN parenchyma, whereas endomucin produced by medullary sinusoidal LECs presumably regulates lymphocyte trafficking via L-selectin (Iftakhar-E-Khuda et al., 2016). Medullary sinusoidal LECs also produced the highest levels of peripheral tissue antigens and PD-L1 and therefore play a key role in the deletion of alloreactive CD8 + T cells (Cohen et al., 2014). SCS LECs, but not peripheral LECs, express plasmalemma vesicle-associated protein (also known as MECA-32 Rantakari et al., 2015). The SCS floor allows the entrance of only small (<70 kD and <4 nm) solutes, which are then rapidly transported through the LN parenchyma to BVs by conduits, a specialized tubular meshwork formed by extracellular matrix from follicular reticular cells. Plasmalemma vesicle-associated protein plays a central role in such selective barrier function of subcapsular sinusoids by forming molecular “sieves” or diaphragms covering transendothelial channels in SCS LECs, which then prevents the passage of larger solutes to follicular reticular cell conduits (Fig. 4 A Rantakari et al., 2015).

A substantial degree of specialization is also present in the SCS LECs, where LECs facing the LN capsule (or “ceiling” LECs) express high levels of a CCL21/CCL19 decoy chemokine receptor CCRL1. Polarized CCRL1 expression creates a CCL21 gradient, allowing the directional DC migration into the LN paracortex to reach T cells (Ulvmar et al., 2014). Ceiling LECs are LYVE1 negative and also produce CCL1 chemokine (Das et al., 2013), whereas floor LEC are LYVE1 positive. The floor LEC layer is interspersed with CD169 + SCS macrophages, which take up antigens and pathogens (Fig. 4 A). Interestingly, although DCs are able to transmigrate directly through the floor of the SCS, naive T cells use the medullary sinus to reach LN parenchyma however, transmigrating DCs also induce structural alterations in the SCS floor, which allows subsequent homing of T cells through the SCS (Braun et al., 2011). Onder et al. (2017) recently highlighted a new role of LECs in LN formation. Different from the prevailing LN formation model (Mebius, 2003 van de Pavert and Mebius, 2010), this study reports that that initiation of LN development requires lymphoid tissue inducer cell-mediated activation of LECs and that the engagement of mesenchymal stromal cells is a subsequent event. Mechanistically, LN initiation is mediated mainly through receptor activator of the NF-κB signaling–noncanonical NF-κB pathway in LVs and is driven by CCL21 and S1P receptor–dependent retention of lymphoid tissue inducer cells in the LN anlage (Onder et al., 2017).

Lacteals and lymphatic vasculature in the small intestine

In addition to the common task of all LVs in transporting interstitial fluid and immune cells, the intestinal lymphatic vasculature plays a major role in the uptake and transport of dietary fat. In mammals, dietary lipids are repackaged in enterocytes into large (200–1,000 nm) triglyceride-loaded particles or “chylomicrons,” which are secreted basally into intestinal stroma. In addition to triglycerides, chylomicrons can also incorporate fat-soluble vitamins and drugs, as well as some microbiota components, such as bacterial lipopolysaccharides (Bernier-Latmani and Petrova, 2017). The single lymphatic capillary located at the center of each small intestinal villus, called a lacteal, takes up chylomicrons and other interstitial fluid components from villi and transports them to the submucosal and mesenteric collecting LVs (Fig. 5, A and B). The lymphatic vascular plexus, located in the intestinal muscular layer, drains independently to the mesenteric collecting LVs. Intestinal lymph is transported to the mesenteric LNs and thoracic duct and is subsequently released into the blood circulation (Fig. 5 A). Through these transport processes, lipid-soluble drugs can directly access the target organs while bypassing the liver, where most of drugs are degraded (Trevaskis et al., 2015). The mechanism and selectivity of chylomicron uptake into lacteals are not entirely clear and may involve both intercellular transport through LEC junctions and intracellular transport across LECs in vesicles (Bernier-Latmani and Petrova, 2017). Periodic squeezing of lacteals, which is mediated by the contraction of surrounding longitudinal smooth muscle cells in intestinal villi controlled by the autonomic nervous system, allows efficient drainage of absorbed lipids into the collecting vessel network (Choe et al., 2015).

Although the majority of adult LVs are quiescent, intestinal lacteals exhibit low but detectable proliferation under steady-state conditions and frequently harbor filopodia, indicating an ongoing lymphangiogenic response (Bernier-Latmani et al., 2015 Bernier-Latmani and Petrova, 2016). Mechanistically, maintenance of lacteal integrity and fat transport function requires continuous Notch and VEGF-C–VEGFR-3 signaling, with VEGF-C being supplied by the surrounding smooth muscle cells (Fig. 5 C Bernier-Latmani et al., 2015 Nurmi et al., 2015). Lacteals are characterized by a mix of both continuous zipper junctions and discontinuous button-like junctions, and loss of Notch signaling impairs the formation of mature button-like junctions (Bernier-Latmani et al., 2015). Optimal junctional organization and transport function of lacteals also require adrenomedullin-calcitonin receptor signaling lymphatic-specific inactivation of calcitonin receptor results in intestinal lymphangiectasia and protein-losing enteropathy (Davis et al., 2017). Identification of the specific lacteal transcriptome will be important to further understand the molecular mechanisms underlying the functional specialization of lacteals.

The intestine harbors a large population of immune cells whose task is to maintain and fine-tune the balance between immune tolerance to the myriad of commensal intestinal bacteria and ingested harmless antigens and responses against potential pathogens. Similar to other tissues, CCR7-expressing DCs migrate into intestinal lymphatics in response to the CCL21 gradient generated by LECs. The transport of food antigens by CD103 + DCs to mesenteric LNs appears to be a key step in the establishment of oral tolerance through the induction of mesenteric LN T reg cells (Pabst and Mowat, 2012). Production of such T reg cells is also maintained by lymphatic trafficking of DCs after ingestion of apoptotic intestinal epithelial cells, which are continuously produced as a result of rapid intestinal epithelium turnover (Cummings et al., 2016). The CCR7 + Rorgt + subset of intestinal innate lymphoid cells also egresses via intestinal LVs to mesenteric LNs, but the functional significance of such transport requires further investigation (Fig. 5 B Mackley et al., 2015). Given the importance of T cell trafficking via dermal LVs, it would also be interesting to characterize lymphatic transport of intestinal T cell subsets.

The role of LVs in intestinal pathological states, for example in inflammatory bowel disease (IBD), is attracting increasing attention (von der Weid et al., 2011 Bernier-Latmani and Petrova, 2017). Increased lymphangiogenesis and lymphatic vascular dysfunction, such as lymphangiectasia and intralymphatic lymphocyte stasis, have long been described as pathological features of Crohn’s disease (von der Weid et al., 2011). Data from animal models suggest that damage to lymphatic vasculatures and its unproductive expansion may be contributing or perhaps even initiating factors in IBD (Bernier-Latmani and Petrova, 2017). Diphtheria toxin–mediated conditional ablation of LVs in the intestine leads to rapid animal demise because of extreme disruption to the intestinal mucosal barrier and septic shock (Jang et al., 2013). Furthermore, impaired intestinal lymphatic vascular function or lymphangiogenic response exacerbates intestinal inflammation and worsens symptoms in experimental models of colitis (von der Weid et al., 2011 D’Alessio et al., 2014 Davis et al., 2017). Mice deficient in D6 decoy chemokine receptor, which is highly expressed by LECs and is necessary to restrict aberrant inflammatory leukocyte adhesion to LVs, develop more severe colitis, further underscoring a major role of LVs in resolution of intestinal inflammation (Vetrano et al., 2010 McKimmie et al., 2013). Conversely, even transient inflammation during acute intestinal infection has been shown to induce a long-lasting damage of LV function and gut immunity, suggesting that cumulative immunological scarring of intestinal LVs could underlie the development of IBD (Fonseca et al., 2015). In contrast, prolymphangiogenic therapy using adenoviral delivery of VEGF-C markedly reduces disease severity (D’Alessio et al., 2014). Further studies of molecular characteristics of intestinal lymphatic endothelium in homeostasis and diseases, together with identification of immune cell subsets that travel via LVs, will be important to better understand the mechanisms behind responses against pathological insults.

Perspectives and open questions

The discovery of lymphatic-specific molecular markers, growth factors and their receptors, and transcription factors transformed the field of lymphatic vascular biology and laid the foundations for further conceptual advances in understanding the mechanisms and functions of organotypic lymphatic vasculatures. Many questions are emerging in this rapidly developing field, some of which are outlined below.

Efficient in vitro LEC fate programming for tissue engineering

All tissue regeneration procedures, from wound healing to transplantation of engineered organs, demand adequate vascularization by both BVs and LVs. Therefore, reliable methods for the in vitro production of LECs will likely improve the outcomes. Prox1 overexpression partially reprograms mature blood ECs toward the LEC lineage, and several stimuli, such as retinoic acid, WNT, or constitutively active ERK signaling, facilitate acquisition of LEC phenotype (Marino et al., 2011 Deng et al., 2013 Bowles et al., 2014 Nicenboim et al., 2015). Furthermore, generation of fully differentiated LECs from human pluripotent stem cells is feasible (Lee et al., 2015). However, unlike for blood ECs (Orlova et al., 2014), questions regarding the best combination of transcription factors, extracellular inputs, and intracellular signaling cascades for driving LEC fate commitment still require definitive answers.

Degree and functional significance of LEC heterogeneity

The discovery of the developmental heterogeneity of LECs has raised several further questions. What are the origins of LECs in other organs, and what is the reason for the existence of multiple LEC sources? Can LECs of different origins be distinguished in mature vessels, and do such LECs participate equally in the growth and expansion of LVs during inflammation and regeneration? Single-cell sequencing approaches have already provided a host of important insights into the heterogeneity and population dynamics of immune and cancer cells (Papalexi and Satija, 2017) therefore, it is anticipated that the application of this methodology to LECs will open new perspectives for high-resolution mapping of LEC subpopulations in different organs and associated phenotypes.

Organ-specific lymphangiocrine signaling

BVs not only deliver oxygen and nutrients to tissues but also produce tissue-specific molecules that participate in organ repair and regeneration (Rafii et al., 2016 Augustin and Koh, 2017 Potente and Mäkinen, 2017). LECs are also capable of secreting distinguishable molecules, including growth factors, cytokines, and chemokines, which are defined as “lymphangiocrine” molecules. Most of such lymphangiocrine signals to date have been linked to the regulation of immune responses, especially in LNs (e.g., S1P, which promotes migration and survival of T cells). Identifying lymphangiocrine molecules in other organs and understanding how they contribute to the organ-specific function are essential future tasks to accomplish.

Maintenance of organ-specific differentiation

The transcriptional profiles of cultured human intestinal LECs differ from those of dermal LECs, indicating that some organ-specific features are conserved in vitro (Norrmén et al., 2010). However, standard cell culture conditions introduce significant biases when analyzing the specialized phenotypes of ECs. Analyses and comparisons of various “omics” of LECs isolated (1) from different organs, (2) at different stages of development, and (3) during tissue regeneration or in pathological conditions will undoubtedly be useful when characterizing their organotypic properties and identifying tissue-specific markers of LVs and the mechanisms for their maintenance. The current boom in the development of “organ-on-chip” devices will provide an important new opportunity for modeling and studying heterotypic interactions of LECs with other tissue components, including various epithelia, immune cell populations, and microbiota products.


Human T Lymphocyte Isolation, Culture and Analysis of Migration في المختبر

T lymphocyte migration occurs during homing to lymphoid organs, exit from the vasculature, and entering into peripheral tissues. Here, we describe a protocol that can be used to analyze T lymphocyte migration في المختبر.

الملخص

15 &mum/min. T lymphocyte migration can be inhibited by integrin blockade 1 or by inhibitors of the cellular actomyosin machinery that regulates cell migration 2 .

بروتوكول

1. Isolation of Human T Lymphocytes

    Obtain human blood from a healthy donor. Allow the blood to cool to room temperature (

2. Culture of Human T Lymphocytes

  1. Using a pipette, transfer the PBMC to a T-75 culture flask in 20 mL RPMI 1640 media containing 10% FBS, 1% penicillin/streptomycin, and 1 &mug/mL phytohemagglutinin (PHA).
  2. Incubate at 37°C and 5% CO2 for at least 1 hour, and up to 24 hours. This step allows monocytes, which will be adherent to the flask surface, to be separated from the lymphocytes that remain in suspension. If a short incubation (1 hour) is used at this step, it is acceptable to use RPMI 1640 media containing 10% FBS and 1% penicillin/streptomycin without supplementing with PHA as specified in step 2.1.
  3. Carefully remove all of the media from the flask, add it to a 50 mL conical tube, and centrifuge at 500 x g for 5 minutes.
  4. Resuspend the cell pellet, which now primarily contains lymphocytes, and transfer the cells to a new T-75 flask containing 25 mL RPMI 1640 media containing 10% FBS, 1% penicillin/streptomycin, and 1 &mug/mL PHA.
  5. Incubate at 37°C for 3 days (2 days if the initial incubation of PBMC was overnight). After 24 hours of growth, it may be necessary to add 15-20 mL of fresh media and transfer to a larger T-175 flask.
  6. After 3 days, use a pipette to remove the media and suspended lymphocytes from the flask and transfer to a 50 mL conical tube. Centrifuge at 500 x g for 5 minutes.
  7. Resuspend the cell pellet and transfer cells to a new T-75 or T-175 flask containing 25 mL (T-75) or 50 mL (T-175) RPMI 1640 with 10% FBS, 1% penicillin/streptomycin, and 20 ng/mL human IL-2 or IL-15.
  8. Grow lymphocytes for 4-7 days. If starting with a T-75 flask, the culture will need to be expanded and transferred to a T-175 flask after 1-2 days.

3. في المختبر Lymphocyte Migration Assay

  1. 1 day before the migration assay, coat a glass-bottom 0.17 mm dish with 20 &mug/mL Protein A or G in PBS overnight at 4°C.
  2. Wash the dish extensively with PBS.
  3. Immobilize human ICAM-1/Fc (10 &mug/mL) and human SDF-1 (2 &mug/mL) by adding these reagents in PBS solution to the dish and incubating 4 hours at room temperature.
  4. Prepare T lymphocytes by first determining the cell density in culture in the T-175 flask using a hemacytometer. Approximately 2-5 x 10 5 cells should be used per dish to achieve a cell density appropriate for migration analysis.
  5. Wash T lymphocytes twice with PBS and then resuspend in 1 mL L-15 media containing 1 mg/mL D-glucose.
  6. Wash the dish coated with ICAM-1/Fc and SDF-1 extensively with PBS.
  7. Transfer T lymphocytes in 1 mL media to the dish and maintain them at 37°C.

4. Capturing an Image Sequence Using NIS Elements Software

  1. Open NIS Elements software.
  2. In the camera settings menu, choose "2x2 binning" as the mode for both live imaging and image capture.
  3. Go to the Applications menu and choose Define/Run Experiment.
  4. Choose the length of time between images and the total length of the image capture sequence.
  5. Press the "Run" button to begin image acquisition.
  6. Cells can be tracked and migration parameters (velocity, path length, displacement, etc.) quantified using one of several software packages, including ImageJ, AutoQuant or Volocity (Figure 1).
  7. To generate a "spider web plot," the x-y coordinates for each cell and timepoint are collected (Figure 2) and projected onto a graph with a common starting point for each cell at the origin (Figure 3).

On day 6 of culture in the presence of either IL-2 or IL-15, T lymphocytes make up >98% of cells, as determined by positive CD3 staining as well as positive CD4 and/or CD8 staining. For IL-2, we found 83% CD4+ cells, 15% CD8+ and <1% CD4+CD8+ cells. For IL-15, we found 88% CD4+ cells, 11% CD8+ and <1% CD4+CD8+ cells. During T lymphocyte migration on ICAM-1/SDF-1 substrates, cells exhibited a velocity of approximately 15 &mum/min that can be sustained over a 1 hour time period. T lymphocyte migration on ICAM-1/SDF-1 is dependent on LFA-1-mediated adhesion, as an anti-LFA-1 ligand-blocking antibody severely inhibits migration.


Figure 1. Cell tracking of migrating T lymphocytes. T lymphocytes isolated from whole blood and cultured in the presence of IL-2 or IL-15 for 6 days were allowed to adhere and migrate on glass-bottomed dishes coated with 10 &mug/mL ICAM-1 and 2 &mug/mL SDF-1. Images were acquired every 10 seconds for 30 minutes. Cells were identified in each image and tracked over time using Volocity software. This movie shows the random migration of T lymphocytes at a velocity of

Click here to see the video.
Movie 1. Cell tracking of migrating T lymphocytes. T lymphocytes isolated from whole blood and cultured in the presence of IL-2 or IL-15 for 6 days were allowed to adhere and migrate on glass-bottomed dishes coated with 10 &mug/mL ICAM-1 and 2 &mug/mL SDF-1. Images were acquired every 10 seconds for 30 minutes. Cells were identified in each image and tracked over time using Volocity software. This movie shows the random migration of T lymphocytes at a velocity of


الشكل 2. Spatiotemporal cell position. The X-Y coordinates of each cell were obtained for each time point using Volocity software.


الشكل 3. "Spider web plot." Using the X-Y-t coordinates for each cell, 15 cells were chosen at random and plotted with a common starting point at the origin. Comparing spider web plots gives a quick visual depiction of differences in migration between different experimental conditions. Plots for T lymphocyte migration under control conditions (left panel) and in the presence of an anti-LFA-1 ligand-blocking antibody (right panel).

الاشتراك المطلوبة. يرجى التوصية بـ JoVE لأمين المكتبة الخاص بك.

مناقشة

In this experiment, we provide details on a simple system to analyze the motility of primary human T lymphocytes. في المختبر migration assays have been used to dissect the roles of many molecules and signaling pathways involved in the locomotion of various cell types. Some critical controls to keep in mind when designing your own experiment from our protocol include: 1) Non-adhesive or non-integrin adhesive substrate coatings, such as bovine serum albumin (BSA) or poly-L lysine (PLL), respectively, 2) integrin-specific blocking antibody treatment to determine integrin specificity, and 3) co-coating without stimulatory signal, such as SDF-1 described in our protocol.


الملخص

There is a complex interaction between the brain and the cerebral vasculature to meet the metabolic demands of the brain for proper function. Preservation of cerebrovascular function and integrity has a central role in this sophisticated communication within the brain, and any derangements can have deleterious acute and chronic consequences. In almost all forms of cognitive impairment, from mild to Alzheimer disease, there are changes in cerebrovascular function and structure leading to decreased cerebral blood flow, which may initiate or worsen cognitive impairment. In this focused review, we discuss the contribution of 2 major vasoactive pathways to cerebrovascular dysfunction and cognitive impairment in an effort to identify early intervention strategies.


The Lungs and Respiration

Air is supplied to the lungs through the process of breathing. The diaphragm plays a key role in breathing. The diaphragm is a muscular partition that separates the chest cavity from the abdominal cavity. When relaxed, the diaphragm is shaped like a dome. This shape limits space in the chest cavity. When the diaphragm contracts, it moves downward toward the abdominal area causing the chest cavity to expand. This lowers the air pressure in the lungs causing the air in the environment to be pulled into the lungs through air passages. This process is called inhalation.

As the diaphragm relaxes, space in the chest cavity is reduced forcing air out of the lungs. This is called exhalation. Regulation of breathing is a function of the autonomic nervous system. Breathing is controlled by a region of the brain called the medulla oblongata. Neurons in this brain region send signals to the diaphragm and the muscles between the ribs to regulate the contractions which initiate the breathing process.


REAGENTS AND SOLUTIONS

Nuclei isolation buffer 1 (NIM1)

This buffer is used to prepare NIM2, which is used to make HB (step 2, Basic Protocol 2). Prepare in advance, mixing the components listed below, and store up to 6 months at 4°C. Volumes should be adjusted based on the number of samples being processed.

Nuclei isolation buffer 1 (NIM1)
مكون Volume (µl) Final Concentration (mM)
for 1 sample
1.5 M sucrose 625 250
(Sigma-Aldrich, cat. no. S0389)
2 M KCl 46.875 25
(Thermo Fisher Scientific, cat. no. AM9640G)
1 م مجكل2 18.75 5
(Thermo Fisher Scientific, cat. no. AM9530G)
1 M Tris‧Cl, pH 8 37.5 10
(Thermo Fisher Scientific, cat. no. AM9855G)
Nuclease-free water 3021.88
المجموع 3750

Nuclei isolation buffer 2 (NIM2)

This buffer is used to prepare HB (step 2, Basic Protocol 2). Prepare fresh, mixing the components listed below, and keep on ice. These numbers are calculated so that there is spare volume available, if needed. Adjust according to number of samples being processed.

Nuclei isolation buffer 2 (NIM2)
مكون Volume (µl) Final concentration (mM)
for 1 sample
NIM1 (see recipe) 1246.25
1 mM DTT 1.25 1 µM
(Thermo Fisher Scientific, cat. no. P2325)
50× Protease Inhibitor 25
(Roche, cat. no. 11873580001)
المجموع 1250

Homogenization buffer (HB)

Prepare fresh, mixing the components listed below, and keep on ice. These numbers are calculated so that there is spare volume available, if needed. Adjust according to number of samples being processed. See table below.

Homogenization buffer
مكون Volume (µl) for Final concentration (mM)
1 sample
NIM2 (see recipe) 1212.5
40 U/µl RNaseIn 12.5 0.4 U/µl
(Thermo Fisher Scientific, cat. no. AM2684)
20 U/µl SuperaseIn 12.5 0.2 U/µl
(Invitrogen, cat. no. AM2696)
10% (v/v) Triton X-100 12.5 0.10%
(Sigma-Aldrich, cat. no. T8787-100ML)
المجموع 1250

Storage buffer (SB)

Prepare fresh and keep on ice. These numbers are calculated so that there is spare volume available, if needed. Adjust according to number of samples being processed. See table below.

Storage buffer
مكون Volume (µl) for Final concentration (mM)
1 sample
Phosphate-buffered saline (PBS1× Invitrogen, cat. no. 10010-049) 995
Bovine serum albumin (BSA Sigma-Aldrich, cat. no. A4503-10G) 40 مجم 4%
40 U/µl Protector RNaseIn 5 0.2 U/µl
(Sigma-Aldrich, cat. no. 03335402001)
المجموع 1000

Printing Vascular Tissue

Printing vessel vasculature is essential for sustaining functional living tissues. Until now, bioengineers have had difficulty building thick tissues, lacking a method to embed vascular networks.
A 3D bioprinting method invented at the Wyss Institute and Harvard SEAS embeds a grid of vasculature into thick tissue laden with human stem cells and connective matrix. Printed within a custom-made housing, this method can be used to create tissue of any shape.
Once printed, an inlet and outlet own opposite ends are perfused with fluids, nutrients, and cell growth factors, which control stem cell differentiation and sustain cell functions. By flowing growth factors through the vasculature, stem cells can be differentiated into a variety of tissue cell types.
This vascularized 3D printing process could open new doors to tissue replacement and engineering.

الائتمان: معهد Wyss في جامعة هارفارد


شاهد الفيديو: علاج الانتصاب الضغط العالي امراض القلب و الأوعية الدموية بمضاد الأكسدة (شهر نوفمبر 2022).